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14.2 Microorganismos em Aquaponics

2 years ago

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Os microrganismos estão presentes em todo o sistema aquaponico e desempenham um papel fundamental no sistema. Por conseguinte, são encontrados nos peixes, na filtração (mecânica e biológica) e nas partes da cultura. Geralmente, a caracterização da microbiota (isto é, microrganismos de um determinado ambiente) é realizada em água circulante, perifíton, plantas (rizosfera, filosfera e superfície de frutos), biofiltro, alimentos para peixes, intestino de peixe e fezes de peixe. Até agora, na aquaponia, a maior parte da pesquisa microbiana tem focado em bactérias nitrificantes (Schmautz et al. 2017). Assim, a tendência actual é caracterizar microrganismos em todos os compartimentos do sistema utilizando tecnologias modernas de sequenciamento. Schmautz et al. (2017) identificaram a composição microbiana em diferentes partes do sistema, enquanto Munguia-Fragozo et al. (2015) dão perspectivas sobre como caracterizar a microbiota aquaponica do ponto de vista taxonômico e funcional usando tecnologias de ponta. Nas subsecções seguintes, será focada apenas nos microrganismos que interagem com plantas em sistemas aquapónicos organizados em microrganismos fitofarmacêuticos e fitofarmacêuticos.

14.2.1 Patógenos vegetais

Os patógenos vegetais que ocorrem em sistemas aquapônicos são teoricamente aqueles comumente encontrados em sistemas sem solo. Uma especificidade da cultura de plantas aquapônica e hidropônica é a presença contínua de água no sistema. Este ambiente úmido/aquático se adapta a quase todos os fungos ou bactérias patogênicas de plantas. Para os patógenos radiculares, alguns estão particularmente bem adaptados a estas condições, como os pseudo-fungos pertencentes aos táxons de Oomycetes (por exemplo, doenças da podridão radicular causadas por Pythium spp. e Phytophthora spp.), que são capazes de produzir uma forma móvel de disseminação denominada zoosporos. Estes zoosporos são capazes de se mover ativamente em água líquida e, portanto, são capazes de se espalhar por todo o sistema extremamente rapidamente. Uma vez infectada uma planta, a doença pode espalhar rapidamente o sistema, especialmente devido à recirculação da água (Jarvis 1992; Hong and Moorman 2005; Sutton et al. 2006; Postma et al. 2008; Vallance et al. 2010; Rakocy 2012; Rosberg 2014; Somerville et al. 2014). Embora os Oomycetes estejam entre os patógenos mais prevalentes detectados durante doenças radiculares, eles geralmente formam um complexo com outros patógenos. Algumas espécies de Fusarium (com existência de espécies bem adaptadas ao meio aquático) ou espécies dos gêneros Colletotrichum, Rhizoctonia e Thielaviopsis podem ser encontradas como parte desses complexos e também podem causar danos significativos por conta própria (Paulitz e Bélanger 2001; Hong e Moorman 2005; Postma et al. 2008; Vallance et al. 2010). Podem ser detectados outros géneros fúngicos como Verticillium e Didymella, mas também bactérias, como Ralstonia, Xanthomonas, Clavibacter, Erwinia e Pseudomonas, bem como vírus (por exemplo, mosaico de tomate, mosaico de pepino, vírus necrótico de melão, vírus infeccioso da alface e necrose do tabaco) em hidroponia ou água de irrigação e causar danos aos navios, caules, folhas ou frutos (Jarvis 1992; Hong e Moorman 2005). No entanto, note que nem todos os microorganismos detectados são prejudiciais ou levam a sintomas na cultura. Mesmo espécies do mesmo gênero podem ser prejudiciais ou benéficas (por exemplo, Fusarium, Phoma, Pseudomonas). Os agentes de doenças discutidos acima são principalmente patógenos ligados à recirculação de água, mas também podem ser identificados em estufas. Secção 14.2.2 mostra os resultados do primeiro inquérito internacional sobre as doenças das plantas que ocorrem especificamente na aquaponia, enquanto Jarvis (1992) e Albajes et al. (2002) dão uma visão mais ampla dos agentes patogénicos existentes nas estruturas de estufa.

Em sistemas hidropônicos ou aquapônicos, as plantas geralmente crescem em condições de estufa otimizadas para produção vegetal, especialmente para produção em grande escala, onde todos os parâmetros ambientais são gerenciados por computador (Albajes et al. 2002; Vallance et al. 2010; Somerville et al. 2014; Parvatha Reddy 2016). No entanto, as condições ideais para a produção vegetal também podem ser exploradas por agentes patogênicos vegetais. De facto, estas estruturas geram condições quentes, húmidas, sem vento e sem chuva que podem encorajar as doenças das plantas se não forem correctamente geridas (ibid.). Para contrariar esta situação, é necessário estabelecer compromissos entre as condições óptimas das plantas e a prevenção das doenças (ibid.). No microclima da estufa, um manejo inadequado do déficit de pressão de vapor pode levar à formação de um filme ou uma gota de água na superfície das plantas. Isso geralmente promove o desenvolvimento de patógenos vegetais. Além disso, para maximizar o rendimento em hidroponia comercial, alguns outros parâmetros (por exemplo, alta densidade vegetal, alta fertilização, para prolongar o período de produção) podem aumentar a susceptibilidade das plantas ao desenvolvimento de doenças (ibid.).

A questão agora é saber por que caminho o inóculo inicial (ou seja, o primeiro passo de um ciclo epidemiológico) é trazido para o sistema. As diferentes etapas do ciclo epidemiológico de doenças vegetais (ePC) estão representadas na Fig. 14.1. Na aquaponia, como na cultura hidropônica do efeito estufa, pode-se considerar que a entrada de agentes patogênicos pode estar ligada ao abastecimento de água, à introdução de plantas ou sementes infectadas, ao material de crescimento (por exemplo, reutilização do meio), à troca de ar (transporte de pó e partículas), aos insetos (vetores de doenças e ao transporte de partículas) ) e pessoal (ferramentas e vestuário) (Paulitz e Bélanger 2001; Albajes et al. 2002; Hong and Moorman 2005; Sutton et al. 2006; Parvatha Reddy 2016).

img src=” https://cdn.aquaponics.ai/thumbnails/2a6cd3eb-6917-49d2-97ba-36e508ee48b0.jpg "style="zoom: 50%;”/

Fig. 14.1 Etapas básicas (1 a 6) no ciclo epidemiológico de doenças vegetais (ePC) segundo Lepoivre (2003). (1) Chegada do inóculo patógeno, (2) contato com a planta hospedeira, (3) penetração dos tecidos e processo de infecção pelo patógeno, (4) desenvolvimento dos sintomas, (5) tecidos vegetais que se tornam infecciosa, (6) libertação e propagação da forma infecciosa de dispersão

Uma vez que o inóculo está em contacto com a planta (passo 2 no ePC), vários casos de infecção (passo 3 no ePC) são possíveis (Lepoivre 2003):

  • A relação patógeno-planta é incompatível (relação não-hospedeiro) e a doença não se desenvolve.

  • Existe uma relação hospedeira, mas a planta não apresenta sintomas (a planta é tolerante).

  • O patógeno e a planta são compatíveis, mas a resposta de defesa é suficientemente forte para inibir a progressão da doença (a planta é resistente: interacção entre o gene da resistência do hospedeiro e o gene da avirulência do patógeno).

  • A planta é sensível (relação hospedeira sem gene para reconhecimento gênico), e o patógeno infecta a planta, mas os sintomas não são altamente graves (passo 4 no ePC).

  • E, por último, a planta é sensível e os sintomas da doença são visíveis e graves (passo 4 no ePC).

Independentemente do grau de resistência, algumas condições ou fatores ambientais podem influenciar a susceptibilidade de uma planta a ser infectada, seja por um enfraquecimento da planta ou promovendo o crescimento do patógeno vegetal (Colhoun 1973; Jarvis 1992; Cherif et al. 1997; Alhussaen 2006; Somerville et al. 2014). Os principais fatores ambientais que influenciam os patógenos das plantas e o desenvolvimento da doença são a temperatura, a umidade relativa (HR) e a luz (ibid.). Na hidroponia, as concentrações de temperatura e oxigênio dentro da solução nutritiva podem constituir fatores adicionais (Cherif et al. 1997; Alhussaen 2006; Somerville et al. 2014). Cada patógeno tem sua própria preferência por condições ambientais que podem variar durante seu ciclo epidemiológico. Mas, de forma geral, a alta umidade e temperatura são favoráveis à realização de etapas chave no ciclo epidêmico do patógeno, como a produção de esporos ou a germinação de esporos (Fig. 14.1, passo 5 no ePC) (Colhoun 1973; Jarvis 1992; Cherif et al. 1997; Alhussaen 2006; Somerville et al. 2014). Colhoun (1973) resume os efeitos dos vários fatores que promovem as doenças das plantas no solo, enquanto o Quadro 14.1 mostra os fatores mais específicos ou adicionados que podem incentivar o desenvolvimento de patógenos vegetais ligados às condições aquánicas de estufa.

No ciclo epidemiológico, uma vez atingido o estágio infeccioso (passo 5 no ePC), os agentes patogênicos podem se espalhar de várias maneiras (Fig. 14.1, passo 6 no ePC) e infectar outras plantas. Como explicado anteriormente, os patógenos radiculares pertencentes aos táxons de Oomycetes podem se espalhar ativamente na água recirculante por liberação de zoosporos (Alhussaen 2006; Sutton et al. 2006). Para outros fungos, bactérias e vírus responsáveis por doenças radiculares ou aéreas, a dispersão do agente causal pode ocorrer por propagação de material infectado, feridas mecânicas, ferramentas infectadas, vetores (por exemplo, insetos) e partículas (por exemplo, esporos e propágulos) ejeção ou transporte permitido por seca, correntes de ar ou salpicos de água (Albajes et al. 2002; Lepoivre 2003).

14.2.2 Inquérito sobre as doenças das plantas aquapônicas

Em janeiro de 2018, o primeiro inquérito internacional sobre doenças vegetais foi realizado entre os profissionais da aquapônica membros do COST FA1305, da Associação Americana de Aquaponics e do Hub Aquaponics da UE. Vinte e oito respostas foram

Quadro 14.1 Acrescentando fatores que incentivam o desenvolvimento de patógenos vegetais sob estrutura aquapônica de estufa em comparação com a cultura clássica de estufa

tabela cabeça tr class="cabeçalho” Fator promotor/th th Lucrando para /th th Causa /th th Referências /th /tr /cabeça tbody tr class="ímpar” Técnica de filme TDNutrient (NFT), técnica de fluxo profundo (DFT) /td td IPythium/I spp. , IFUSARIUM/I spp. /td td Fácil propagação pela água recirculação; possibilidade de pós-contaminação após uma etapa de desinfecção; baixo teor de oxigênio na solução nutritiva /td td Koohakan et al. (2004) e Vallance et al. (2010) /td /tr tr class="mesmo” Mídia TdinOrganic (por exemplo, lã de rocha) /td td Conteúdo mais alto no bactérias (nenhuma informação sobre sua possível patogenicidade) /td td Compostos orgânicos indisponíveis na mídia /td td Khalil e Alsanius (2001), Koohakan et al. (2004), Vallance et al. (2010) /td /tr tr class="ímpar” Mídia TDOrganic (por exemplo, fibra de coco e turfa) /td td Maior teor em fungos; maior teor em Fusarium spp. para coco Fibra /td td Compostos orgânicos disponíveis na mídia /td td Koohakan et al. (2004), Khalil et al. (2009) e Vallance et al. (2010) /td /tr tr class="mesmo” TDMedia com alto teor de água e baixo teor em oxigênio (por exemplo, lã de rocha) /td td IPythium/I spp. /td td Mobilidade de zoosporos; estresse vegetal /td td Van Der Gaag e Wever (2005), Vallance et al. (2010) e Khalil e Alsanius (2011) /td /tr tr class="ímpar” TDMedia permitindo pouco movimento de água (por exemplo, lã de rocha) /td td IPythium/I spp. /td td Melhor condição para a dispersão de zoosporos e movimento de quimiotaxia; sem perda de flagelos de zoosporos /td td Sutton et al. (2006) /td /tr tr class="mesmo” TDAlta temperatura e baixa concentração de OD no solução nutriente/td td IPythium/I spp. /td td Planta estressada e condição ideal para o crescimento de IPITIO/I /td td Cherif et al. (1997), Sutton et al. (2006), Vallance et al. (2010) e Rosberg (2014) /td /tr tr class="ímpar” TDAlta densidade da planta hospedeira e microclima/td resultante td Crescimento de patógenos; propagação de doenças /td td Quente e úmido meio ambiente /td td Albajes et al. (2002) e Somerville et al. (2014) /td /tr tr class="mesmo” DDDeficiências, excesso ou desequilíbrio de macro/ micronutrientes/td td Fungos, vírus e bactérias /td td Modificações fisiológicas das plantas (por exemplo, ação na resposta da defesa, transpiração, integridade das paredes celulares); modificações morfológicas das plantas (por exemplo, maior susceptibilidade a agentes patogénicos, atracção de pragas); recursos nutritivos nos tecidos hospedeiros para agentes patogénicos; acção directa sobre o ciclo de desenvolvimento de agentes patogénicos /td td Colhoun (1973), Snoeijers e Alejandro (2000), Mitchell et al. (2003), Dordas (2008), Veresoglou et al. (2013), Somerville et al. (2014) e Geary et al. (2015) /td /tr /tbody /tabela

recebeu descrevendo 32 sistemas aquapônicos de todo o mundo (UE, 21; América do Norte, 5; América do Sul, 1; África, 4; Ásia, 1). A primeira constatação foi a pequena taxa de resposta. Entre as possíveis explicações para a relutância em responder ao questionário foi que os profissionais não se sentiram capazes de se comunicar sobre patógenos vegetais devido à falta de conhecimento sobre esse tema. Isso já havia sido observado nas pesquisas de Love et al. (2015) e Villarroel et al. (2016). As principais informações obtidas a partir do inquérito são:

  • 84,4% dos praticantes observam doenças em seu sistema.

  • 78,1% não podem identificar o agente causal de uma doença.

  • 34,4% não aplicam medidas de controlo da doença.

  • 34,4% utilizam tratamento físico ou químico da água.

  • 6,2% usam pesticidas ou biopesticidas em sistema aquapônico acoplado contra patógenos vegetais.

Estes resultados corroboram os argumentos anteriores dizendo que as plantas aquapônicas têm doenças. No entanto, os praticantes sofrem de falta de conhecimento sobre patógenos vegetais e as medidas de controle de doenças realmente utilizadas baseiam-se essencialmente em ações não curativas (90,5% dos casos).

Na pesquisa, foi fornecida uma listagem de patógenos vegetais que ocorrem em seu sistema aquapônico. A Tabela 14.2 mostra os resultados dessa identificação. Para remediar a falta de experiência do profissional sobre diagnóstico de doenças de plantas, uma segunda versão de pesquisa foi

Tabela 14.2 Resultados das primeiras identificações de patógenos vegetais em aquapônica da análise internacional de 2018 e da literatura existente

tabela cabeça tr class="cabeçalho” ThPlant host/th th Patógeno vegetal /th th Referências ou resultados de inquéritos /th /tr /cabeça tbody tr class="ímpar” TdAllium schoenoprasu/td td Pythium sp.sup (b) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="mesmo” TDBeta vulgaris (acelga suíça) /td td Erysiphe betaesup (a) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="ímpar” TDCucumis sativus/td td Podosphaera xanthiisup (a) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="mesmo” TDfragaria spp. /td td Botrytis cinereasup (a) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="ímpar” tdLactuca sativa/td td Botrytis cinereasup (a) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="mesmo” td/td td Bremia lactucaesup (a) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="ímpar” td/td td Fusarium sp.sup (b) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="mesmo” td/td td Pythium dissotocumsup (b) /sup /td td Rakocy (2012) /td /tr tr class="ímpar” td/td td Pythium miriotylumsup (b) /sup /td td Rakocy (2012) /td /tr tr class="mesmo” td/td td Esclerotinia sp.sup (a) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="ímpar” TDMentha spp. /td td Pythium sp.sup (b) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="mesmo” TDNasturtium officinale/td td Aspergillus sp.sup (a) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="ímpar” Tdocimum basilicum/td td Alternaria sp.sup (a) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="mesmo” td/td td Botrytis cinereasup (a) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="ímpar” td/td td Pythium sp.sup (b) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="mesmo” td/td td Esclerotinia sp.sup (a) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="ímpar” TDPIsum sativum/td td Erysiphe pisisup (a) /sup /td td Pesquisa /td /tr tr class="mesmo” TDSolanum lycopersicum/td td Pseudomononas solanacearumsup (a) /sup /td td McMurty et al. (1990) /td /tr tr class="ímpar” td/td td Fitóftora infestanssup (a) /sup /td td Pesquisa /td /tr /tbody /tabela

Os agentes patogénicos das plantas identificados pelos sintomas na parte aérea da planta são anotados por (a) e na parte da raiz por (b) no expoente enviado com o objetivo de identificar sintomas sem vinculação do nome da doença (Tabela 14.3). O quadro 14.2 identifica principalmente doenças com sintomas específicos, ou seja, sintomas que podem estar diretamente ligados a um patógeno vegetal. É o caso de Botrytis cinerea e do seu molde cinzento típico, oídio (Erysiphe e Podosphaera genera na mesa) e do seu micélio/conídia em pó branco e, por último, Sclerotinia spp. e a sua produção esclerótica. A presença de 3 patologistas vegetais nos entrevistados amplia a lista, com a identificação de alguns patógenos radiculares (por exemplo, Pythium spp.). Os sintomas gerais que não são suficientemente específicos para estarem directamente relacionados com um agente patogénico sem verificação adicional (ver diagnóstico em Secção 14.3 são, por conseguinte, encontrados na Tabela 14.3. Mas é importante destacar que a maioria dos sintomas observados nesta tabela também pode ser a conseqüência de estresses abióticos. A clorose foliar é um dos exemplos mais explícitos porque pode estar relacionada com um grande número de agentes patogénicos (por exemplo, para alfaces: Pythium spp., Bremia lactucae, Sclerotinia spp., vírus da beterraba ocidentais), com condições ambientais (por exemplo, excesso de temperatura) e deficiências minerais (nitrogênio, magnésio, potássio, cálcio, enxofre, ferro, cobre, boro, zinco, molibdênio) (Lepoivre 2003; Resh 2013).

Tabela 14.3 Revisão dos sintomas ocorrendo em aquapônica a partir da análise internacional de 2018

tabela cabeça tr class="cabeçalho” Os sintomas/th th Espécies vegetais /th /tr /cabeça tbody tr class="ímpar” Clorose TDfoliar/td td Allium schoenoprasum sup1/sup, Amaranthus viridis sup1/sup, Coriandrum sativum sup1/sup, iCucumis sativus/i sup1/sup, iocimum basilicum/i sup6/sup, iLactuca sativa/i sup4/sup, Mentha spp. sup2/sup, iPetroselinum crispum/i sup1/sup, Spinacia oleracea sup2/sup, Isolanum lycopersicum/i sup1/sup, Fragaria spp. sup1/sup /td /tr tr class="mesmo” TDfoliar necrose td Mentha spp. sup2/sup, iocimum basilicum/i sup1/sup, /td /tr tr class="ímpar” TDSTem/td necrose td Isolanum lycopersicum/i sup1/sup /td /tr tr class="mesmo” Necrose de colarinho TD/td td Iocimum basilicum/i sup1/sup /td /tr tr class="ímpar” Mosaico TDfoliar/TD td iCucumis sativus/i sup1/sup, Mentha spp. sup1/sup, iocimum basilicum/i sup1/sup, /td /tr tr class="mesmo” TDfoliar murcha/td td Brassica oleracea Grupo Acephala sup1/sup, iLactuca sativa/i sup1/sup, Mentha spp. sup1/sup, iCucumis sativus/i sup1/sup, iocimum basilicum/i sup1/sup, Isolanum lycopersicum/i sup1/sup /td /tr tr class="ímpar” TDfoliar, caule e colarinho moldado/td td Allium schoenoprasum sup1/sup, iCapsicum annuum/i sup1/sup, iCucumis sativus/i sup1/sup, iLactuca sativa/i sup2/sup, Mentha spp. sup2/sup, Iocimum basilicum/i sup4/sup, Isolanum lycopersicum/i sup1/sup /td /tr tr class="mesmo” TDfoliar puntos/td td iCapsicum annuum/i sup1/sup, iCucumis sativus/i sup1/sup, iLactuca sativa/i sup2/sup, Mentha spp. sup1/sup, Iocimum basilicum/i sup5/sup /td /tr tr class="ímpar” TDDamping desligado/td td Spinacia oleracea sup1/sup, Iocimum basilicum/i sup1/sup, Isolanum lycopersicum/i sup1/sup, mudas em geral sup5/sup /td /tr tr class="mesmo” TDCRinkle/TD td IBeta vulgaris/i (acelga suíça) sup1/sup, iCapsicum annuum/i sup1/sup, iLactuca sativa/i sup1/sup, Iocimum basilicum/i sup1/sup /td /tr tr class="ímpar” TDBrowning ou decomposição raiz/td td Allium schoenoprasum sup1/sup, Amaranthus viridis sup1/sup, iBeta vulgaris/i (acelga suíça) sup1/sup, Coriandrum sativum sup1/sup, iLactuca sativa/i sup1/sup, Mentha spp. sup2/sup, Iocimum basilicum/i sup2/sup, iPetroselinum crispum/i sup2/sup, Isolanum lycopersicum/i sup1/sup, Espinacia oleracea sup1/sup /td /tr /tbody /tabela

Números em expoente representam a ocorrência do sintoma para uma planta específica em um total de 32 sistemas aquapônicos revisados

14.2.3 Microorganismos benéficos em Aquaponics: as possibilidades

Como explicado na introdução, várias publicações focaram as bactérias envolvidas no ciclo do nitrogênio, enquanto outras já enfatizam a presença potencial de microrganismos benéficos interagindo com patógenos vegetais e/ou plantas (Rakocy 2012; Gravel et al. 2015; Sirakov et al. 2016). Esta seção analisa o potencial dos microrganismos benéficos vegetais envolvidos na aquapônica e seus modos de ação.

Sirakov et al. (2016) rastrearam bactérias antagônicas contra Pythium ultimum isolado de um sistema aquapônico. Entre os 964 isolados testados, 86 apresentaram um forte efeito inibitório sobre Pythium ultimum in vitro. Mais pesquisas devem ser realizadas para identificar taxonomicamente essas bactérias e avaliar seu potencial in vivo. Os autores assumem que muitos desses isolados pertencem ao gênero Pseudomonas. Schmautz et al. (2017) chegaram à mesma conclusão identificando Pseudomonas spp. na rizosfera da alface. Espécies antagônicas do gênero Pseudomonas foram capazes de controlar patógenos vegetais em ambientes naturais (por exemplo, em solos supressores), enquanto esta ação também é afetada por condições ambientais. Podem proteger as plantas contra agentes patogénicos, quer de forma activa quer passiva, provocando uma resposta de defesa das plantas, desempenhando um papel na promoção do crescimento das plantas, competindo com agentes patogénicos em termos de espaço e nutrientes (por exemplo, concorrência do ferro através da libertação de sideróforos quelantes de ferro) e/ou, finalmente, pela produção de antibióticos ou metabolitos antifúngicos como biosurfactantes (Arras e Arru 1997; Ganeshan e Kumar 2005; Haas e Défago 2005; Beneduzi et al. 2012; Narayanasamy 2013). Embora nenhuma identificação de microrganismos tenha sido feita por Gravel et al. (2015)), eles relatam que os efluentes de peixe têm a capacidade de estimular o crescimento vegetal, diminuir o crescimento micelial de Pythium ultimum e Pythium oxysporum in vitro e reduzir a colonização da raiz de tomate por esses fungos.

As informações sobre a possível capacidade natural de proteção fitossanitária da microbiota aquapônica são escassas, mas o potencial dessa ação protetora pode ser considerado em relação a diferentes elementos já conhecidos na hidropônica ou na aquicultura recirculada. Um primeiro estudo foi realizado em 1995 sobre ação supressiva ou supressiva promovida por microrganismos em cultura sem solo (McPherson et al. 1995). A supressividade em hidroponia, aqui definida por Postma et al. (2008)), tem sido “referida aos casos em que (i) o patógeno não estabelece ou persiste; ou (ii) estabelece mas causa pouco ou nenhum dano”. A ação supressora de um meio pode estar relacionada ao ambiente abiótico (por exemplo, pH e matéria orgânica). No entanto, na maioria das situações, considera-se que está directa ou indirectamente relacionado com a actividade dos microrganismos ou os seus metabolitos (James e Becker 2007). Na cultura sem solo, a capacidade supressora demonstrada pela solução hídrica ou pela mídia sem solo é revisada por Postma et al. (2008) e Vallance et al. (2010). Nessas revisões, os microorganismos responsáveis por essa ação supressiva não são claramente identificados. Em contraste, patógenos vegetais como Phytophthora cryptogea, Pythium spp., Pythium aphanidermatum e Fusarium oxysporum f.sp. radicis-lycopersici controlado ou suprimido pela microbiota natural são exaustivamente descritos. Nos vários artigos revisados por Postma et al. (2008) e Vallance et al. (2010), o envolvimento microbiano no efeito supressor é geralmente verificado por meio da destruição da microbiota do substrato sem solo por esterilização primeiro e eventualmente seguida de uma reinoculação. Quando comparada com um sistema aberto sem recirculação, a atividade supressora em sistemas sem solo poderia ser explicada pela recirculação de água (McPherson et al. 1995; Tu et al. 1999, citado por Postma et al. 2008) que poderia permitir um melhor desenvolvimento e disseminação de microrganismos benéficos (Vallance et al. 2010) .

Desde 2010, a supressividade de sistemas hidropônicos tem sido geralmente aceita e tópicos de pesquisa têm sido mais orientados para o isolamento e caracterização de cepas antagônicas em cultura sem solo com espécies Pseudomonas como principais organismos estudados. Se foi demonstrado que os sistemas de cultura sem solo podem oferecer capacidade de supressão, não há demonstração semelhante de tal atividade em sistemas aquapônicos. No entanto, não há indicação empírica de que não deve ser o caso. Esse otimismo surge das descobertas de Gravel et al. (2015) e Sirakov et al. (2016) descritas no segundo parágrafo desta seção. Além disso, tem sido demonstrado em hidroponia (Haarhoff e Cleasby 1991 citados por Calvo-Bado et al. 2003; Van Os et al. 1999), mas também no tratamento de água para consumo humano (revisado por Verma et al. 2017) que retardam a filtração (descrita em Seção 14.3.1 e, mais precisamente, a filtração lenta da areia também pode atuar contra patógenos vegetais por uma ação supressora microbiana, além de outros fatores físicos. Na hidroponia, a filtração lenta demonstrou ser eficaz contra os agentes patogénicos vegetais analisados na Tabela 14.4. Supõe-se que a atividade supressora microbiana nos filtros é provavelmente devida a espécies de Bacillus e/ou Pseudomonas (Brand 2001; Déniel et al. 2004; Renault et al. 2007; Renault et al. 2012). Os resultados de Déniel et al. (2004) sugerem que na hidroponia, o modo de ação de Pseudomonas e Bacillus depende da concorrência por nutrientes e antibiose, respectivamente. No entanto, modos de ação adicionais poderiam estar presentes para esses dois gêneros, como já explicado para Pseudomonas spp. As espécies de Bacillus_ podem, dependendo do ambiente, agir indiretamente por bioestimulação vegetal ou elicitação de defesas vegetais ou diretamente por antagonismo através da produção de substâncias antifúngicas e/ou antibacterianas. Enzimas degradantes da parede celular, bacteriocinas e antibióticos, lipopeptídeos (ou seja, biosurfactantes), são identificadas como moléculas chave para esta última ação (Pérez-García et al. 2011; Beneduzi et al. 2012; Narayanasamy 2013). Todas as coisas consideradas, o funcionamento de um filtro lento não é tão diferente do funcionamento de alguns biofiltros usados em aquaponia. Além disso, algumas bactérias heterotróficas como Pseudomonas spp. já foram identificadas em biofiltros aquaponicos (Schmautz et al. 2017). Isso está de acordo com os resultados de outros pesquisadores que freqüentemente detectaram Bacillus e/ou Pseudomonas em biofiltros RAS (sistema de aquicultura recirculado) (Tal et al. 2003; Sugita et al. 2005; Schreier et al. 2010; Munguia-Fragozo et al. 2015; Rurangwa e Verdegem 2015). No entanto, até agora, nenhum estudo sobre a possível supressão em biofiltros aquapônicos foi realizado.

Tabela 14.4 Revisão dos patógenos vegetais efetivamente removidos por filtração lenta em hidropônicos

tabela cabeça tr class="cabeçalho” THPatógenos da planta/th th Referências /th /tr /cabeça tbody tr class="ímpar” TDixanthomonas campestris/i pv. IPELARGONII/I/TD td Marca (2001) /td /tr tr class="mesmo” Tdifusarium oxisporo/i/td td Wohanka (1995), Ehret et al. (1999) citados por Ehret et al. (2001), van Os et al. (2001), Déniel et al. (2004), e Furtner et al. (2007) /td /tr tr class="ímpar” Tdipythium/i spp. /td td Déniel et al. (2004) /td /tr tr class="mesmo” Tdipythium afanidermatum/i/td td Ehret et al. (1999) citados por Ehret et al. (2001), e Furtner et al. (2007) /td /tr tr class="ímpar” TDIphytophthora cinnamomi/td td Van Os et al. (1999), 4 referências citadas por Ehret et al. (2001) /td /tr tr class="mesmo” TDIphytophthora crypjuna/i/td td Calvo-Bado et al. (2003) /td /tr tr class="ímpar” TDIphytophthora cactorum/i/td td Evenhuis et al. (2014) /td /tr /tbody /tabela


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